Nome da Atividade
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO II
CÓDIGO
09030107
Carga Horária
45 horas
Tipo de Atividade
DISCIPLINA
Periodicidade
Semestral
Modalidade
PRESENCIAL
Unidade responsável
CARGA HORÁRIA TEÓRICA
2
CARGA HORÁRIA PRÁTICA
1
FREQUÊNCIA APROVAÇÃO
75%
CARGA HORÁRIA OBRIGATÓRIA
3
CRÉDITOS
3
Ementa
A Disciplina de DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO II tem como objetivo propiciar um embasamento teórico e prático, que permita ao aluno uma visão ampla das técnicas para o diagnóstico das principais doenças parasitárias, a fim de capacitar a compreender, refletir, discutir e principalmente diagnosticar as parasitoses em animais e humanos.
Objectives
Objetivo Geral:
Propiciar um embasamento teórico e prático, que permita ao aluno uma visão ampla das técnicas para o diagnóstico das principais doenças parasitárias, a fim de capacitar a compreender, refletir, discutir e principalmente diagnosticar as parasitoses em animais e humanos.Conteúdo Programático
1-Coleta, conservação e remessa de material ao laboratório;
2-Técnicas para hemoparasitos: preparação de esfregaço sanguíneos;
Colorações (Giemsa) para Babesia, Anaplasma, Trypanosoma cruzi.
3-Técnicas coproparasitológicas:
Helmintos
Exame direto a fresco
Willis- flutuação;
Gordon & Whitlock (cálculo e interpretação de OPG em gastrintestinais de ruminantes);
Roberts & O`Sullivan (coprocultura e identificação de larvas infectantes de nematódeos gastrintestinais de ruminantes);
Correlação entre OPG e larvas infectantes de Strongyloidea (carga patogênica);
Hoffman- sedimentação espontânea;
Sheather- centrifugação/flutuação;
Baermann;
Fita gomada- Enterobius / Oxiurus;
Caldwell & Caldewl modificada – Parasitos de ambiente (areia).
Protozoários:
Faust- Centrífugo flutuação (protozoários e ovos leves);
Ritchie- Centrífugo sedimentação (protozoários e ovos em geral);
Sheather- centrifugação/flutuação;
Ziehl-Neelsen modificada;
Técnica de Kinyouin;
Exame de hemolinfa de carrapatos.
Trematódeos- Girão e Ueno- 4 tamises;
Dennis, Stone e Swanson.
4-Necropsia: Aves
Peixes
Mamíferos – Sherkman (estimativa)
5-Exame em moluscos enquanto hospedeiros intermediários de trematódeos.
6-Coloração e conservação de helmintos.
7- Montagem, preparação e conservação de Artrópodes.
8-Formulação de laudos e apresentação de resultados.
2-Técnicas para hemoparasitos: preparação de esfregaço sanguíneos;
Colorações (Giemsa) para Babesia, Anaplasma, Trypanosoma cruzi.
3-Técnicas coproparasitológicas:
Helmintos
Exame direto a fresco
Willis- flutuação;
Gordon & Whitlock (cálculo e interpretação de OPG em gastrintestinais de ruminantes);
Roberts & O`Sullivan (coprocultura e identificação de larvas infectantes de nematódeos gastrintestinais de ruminantes);
Correlação entre OPG e larvas infectantes de Strongyloidea (carga patogênica);
Hoffman- sedimentação espontânea;
Sheather- centrifugação/flutuação;
Baermann;
Fita gomada- Enterobius / Oxiurus;
Caldwell & Caldewl modificada – Parasitos de ambiente (areia).
Protozoários:
Faust- Centrífugo flutuação (protozoários e ovos leves);
Ritchie- Centrífugo sedimentação (protozoários e ovos em geral);
Sheather- centrifugação/flutuação;
Ziehl-Neelsen modificada;
Técnica de Kinyouin;
Exame de hemolinfa de carrapatos.
Trematódeos- Girão e Ueno- 4 tamises;
Dennis, Stone e Swanson.
4-Necropsia: Aves
Peixes
Mamíferos – Sherkman (estimativa)
5-Exame em moluscos enquanto hospedeiros intermediários de trematódeos.
6-Coloração e conservação de helmintos.
7- Montagem, preparação e conservação de Artrópodes.
8-Formulação de laudos e apresentação de resultados.
Bibliografia
Bibliografia Básica: