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O aumento da produção de noz-pecã (Carya illinoinensis) no Brasil, principalmente na região sul, favorecido pelas condições do solo e clima da região e pelo alto consumo devido suas propriedades nutritivas, traz a necessidade de estudá-la e atrair a valorização do cultivo mais sustentável da nogueira-pecã, se baseando nas premissas da execução de práticas agrícolas adequadas às condições de manejo e cultivo dos pomares (FILIPPINI ALBA et al., 2021; MARTINS et al., 2021).
Os pomares de noz-pecã apresentam um grande potencial ambiental, que é a imobilização do CO2 em sua biomassa aérea, onde o sequestro de carbono vem sendo um tema com enorme perspectiva, e é útil para a elaboração de planos nacionais para medições de mitigação de GEEs (gases de efeito estufa) (CAMBARERI et al., 2023).
O solo é um ambiente rico em diversidade biológica, especialmente na rizosfera, onde ocorrem interações entre plantas e microrganismos. Essas interações podem ser benéficas ou prejudiciais para as plantas, afetando seu crescimento, nutrição e resistência a estresses (REN et al., 2023; WANG et al., 2023). A interação química entre os microrganismos e as plantas resulta na produção de compostos antimicrobianos e na ativação de mecanismos de defesa. Esse contexto é relevante para a nogueira-pecã, pois essas plantas apresentam uma arquitetura radicular que torna seu desenvolvimento lento, destacando a importância de estudá-las e avaliar as interações biológicas com a planta (CAMBARERI et al., 2023; MARTINS et al., 2021).
Informações sobre o efeito dos diferentes sistemas produtivos na qualidade do solo são importantes para a avaliação das práticas de manejo a serem adotadas, de modo a melhorar a produtividade e a qualidade das nozes (MARTINS et al., 2021). Para isso, torna-se necessário a utilização de indicadores capazes de estimar com clareza os impactos destas práticas sobre o solo. Atributos microbiológicos, como a atividade enzimática, o carbono da biomassa microbiana e a respiração acumulada do solo, são considerados indicadores sensíveis de alterações ambientais decorrentes do uso agrícola. Por esse motivo, podem auxiliar na interpretação da magnitude dos efeitos de interferências antropogênicas no ecossistema (BARBOSA et al., 2023; BASTOS, 2021).
As interações entre microrganismos do solo, enzimas extracelulares e matéria orgânica no solo são complexas e fortemente influenciadas pelo tipo de solo e uso da terra, o que tem impulsionado muitos estudos sobre os efeitos das práticas de manejo agrícola nas propriedades microbianas do solo e a ligação com a qualidade do solo (CHAER et al., 2023). A atividade das enzimas do solo é um importante indicador da qualidade do solo, sendo muito sensível as mudanças no solo, devido a diferentes práticas de uso do solo. Embora plantas e animais também sejam fonte de enzimas do solo, os microrganismos são sua fonte primária. Essas enzimas são responsáveis por controlar diversos processos, com papéis fundamentais na síntese/decomposição da matéria orgânica do solo (MOS) e na ciclagem de nutrientes (RODRIGUES et al., 2022).
Uma avaliação em escala regional da atividade enzimática do solo que considera a diversidade edafoclimática, biológica e agrícola pode contribuir para aumentar o conhecimento da variabilidade natural da atividade enzimática nos solos e esclarecer o potencial de bioindicadores das melhores práticas de conservação para promover a qualidade do solo. Com base nessa premissa e tendo por base a necessidade de estudos relacionados a manejos adequados na cultura da nogueira-pecã, o estudo tem foco na avaliação das alterações produzidas por diferentes manejos na produção de noz-pecã em atributos microbiológicos do solo e a produtividade da nogueira-pecã, de modo a oportunizar o estabelecimento de práticas de manejo que interfiram positivamente para a qualidade do solo visando a produtividade.

O estudo será conduzido em 10 Unidades de Referência Produtiva de nogueira-pecã (Carya illinoinensis) (URPecan) em regiões do estado do Rio Grande do Sul, localizadas nos municípios de Anta Gorda, Cachoeira do Sul, Chapada, Dom Feliciano, Encruzilhada do Sul, Glorinha, Nova Pádua, Pantano Grande, Santa Maria e Taquari.
De acordo com a classificação de Köppen o clima do Rio Grande do Sul é Temperado do tipo Subtropical, classificado como Mesotérmico Úmido. As temperaturas apresentam grande variação sazonal, com verões quentes e invernos bastante rigorosos, com a ocorrência de geadas e precipitação eventual de neve. As temperaturas médias variam entre 15º e 18ºC, com mínimas de até – 10ºC e máximas de 40ºC.
O estado apresenta uma distribuição de precipitação relativamente equilibrada das chuvas ao longo de todo o ano, em decorrência das massas de ar oceânicas que penetram no Estado (BOTH, 2022). O volume de chuvas, no entanto é diferenciado. Ao sul a precipitação média anual situa-se entre 1.300mm e 1.500mm e, ao norte a média fica entre 1.500mm e 1.900mm, com maior intensidade de chuvas registradas a norte e nordeste do Estado, especialmente na encosta do Planalto (MATZENAUER et al., 2007).
As áreas avaliadas foram selecionadas com o intuito de representar os diferentes sistemas de manejo no cultivo de nogueira-pecã. Foram avaliados 10 URPecans, onde cada propriedade terá suas particularidades, tais como diferentes tipos de solo, espaçamentos entre linhas e entre plantas, idade do pomar, sistema de irrigação, plantas de cobertura etc.
Considerando tais particularidades foi definido que o projeto irá considerar a cultivar Barton como referência nas dez propriedades. Serão consideradas quatro repetições por fator de tratamento e a parcela experimental constituída de cinco plantas.
A coleta das amostras de solo ocorrerão nos meses de outubro de 2023 e maio de 2024. Dessa forma, serão coletadas amostras de solo nas linhas, sendo dentro da projeção da copa das árvores na profundidade 0-10 cm utilizando uma pá.
Serão coletadas amostras para determinação física nas camadas 0-10, 10-20 e 20-40 cm, utilizando 2 anéis por camada. E será feita a coleta para determinação química do solo (fertilidade) nas camadas 0-20 e 20-40cm.
As amostras para determinação biológica serão mantidas resfriadas até o momento da análise e incubação para a respiração basal, no entanto para a análise das enzimas o solo deverá ser seco ao ar até o momento das análises, todas devem ser peneiradas na malha de 2mm.
Para determinação química do solo é necessário realizar a secagem, destorroamento, separação das frações do solo por tamização e homogeneização da fração < 2 mm, denominada “terra fina seca ao ar” (TFSA), que é usada para as determinações.
As análises químicas do solo (macro e micronutrientes) serão realizadas segundo a metodologia proposta por Tedesco et al., (1995). As análises físicas do solo (densidade, porosidade, macro e micro, curva de retenção) serão realizadas conforme metodologia proposta por EMBRAPA (1997).
Os indicadores microbiológicos do solo analisados serão: carbono da biomassa microbiana; respiração acumulada; carbono total; atividade da enzima arilsulfatase e β-glicosidase. Para as análises de carbono da biomassa e respiração acumulada, as amostras de solo serão pré-incubadas por 7 dias em recipiente contendo um frasco com NaOH 1 mol L-1 para absorver o CO2 liberado do solo. Após a pré-incubação, as amostras terão suas umidades ajustadas para 40% da capacidade de saturação.
Para a análise do carbono da biomassa microbiana (CBM), será utilizado o método da fumigação-extração, segundo Silva et al. (2007). Serão pesadas 20g de cada amostra de solo com 06 repetições (03 para proceder-se à fumigação e 03 para não fumigamento), devidamente pesadas e acondicionadas em frascos de vidro de 100 mL. Para as amostras que serão fumigadas, imediatamente após a pesagem da amostra de solo se adicionará aproximadamente 1 mL de clorofórmio isento de etanol com o auxílio de uma pipeta com graduação de 1 mL, em todos os frascos destinados a fumigação. Os frascos serão em seguida fechados e armazenados em local isento de luminosidade por 24 horas, com temperatura em torno de 25 a 28ºC. No dia seguinte será retirada a tampa dos frascos em capela de exaustão, deixando evaporar todo o clorofórmio presente até eliminação completa.
A extração se dará nas amostras fumigadas, após tempo de fumigação de 24h, seguida de eliminação dos resíduos de clorofórmio, e nas não-fumigadas, realizado imediatamente após pesagem, procederá da seguinte forma: Será adicionado 50 mL de solução 0,5 M de sulfato de potássio (K2SO4), com o auxílio de um dispensador de 0 a 50 mL. Agitando por 30 minutos em agitador orbital a 220 RPM, esperando decantar por 30 minutos e transferindo o sobrenadante com o auxílio de uma pipeta para um filtro de papel acoplado a funil e tubo de 50 mL, evitando resuspensão e recuperação de material decantado. Ao final da filtragem é obtido o extrato de cada sub-amostra (fumigada ou não-fumigada), que serão direcionadas para quantificação do carbono microbiano.
A quantificação do carbono microbiano será feita transferindo 8 mL do extrato previamente filtrado para um Erlenmeyer de 250 mL. Será adicionado 2 mL de solução 0,066 M de dicromato de potássio, 10 mL de ácido sulfúrico P.A. e 5 mL de ácido orto- fosfórico P.A., todos com o auxílio de dispensador, e em ordem cronológica. Esperando esfriar e adicionando cerca de 70 mL de água deionizada, esperando esfriar novamente, será adicionado aproximadamente 4 gotas de difenilamina e titulado sob agitação magnética com uma solução 0,033 M de sulfato ferroso amoniacal. Ao final da titulação, a coloração da solução irá da púrpura para verde.
A atividade dos microrganismos do solo será medida com relação à respiração acumulada do solo (C-CO2 liberado) (SILVA et al., 2007). Serão pesadas 100g das amostras de solo em frascos de vidro com capacidade de 1L, contendo um frasco com 20ml de hidróxido de sódio (NaOH). O recipiente de vidro será hermeticamente fechado e mantido a uma temperatura de 25°C por um período total de incubação de 30 dias, sendo analisado a cada 7 dias. Após o período de incubação, será feita a titulação da solução de NaOH com ácido clorídrico (HCl) a 1 mol L-1 , acrescentando-se 3ml de solução saturada de cloreto de bário (BaCl2), além de 3 gotas de solução alcoólica de fenolftaleína como indicador.
Será usado um método de combustão denominado Walkley-Black (criadores do método). O C orgânico é oxidado a CO2 pelo ácido crômico produzido pela reação entre K2Cr2O7(dicromato de potássio) e H2SO4(ácido sulfúrico), colocados em contato com o solo. O calor desenvolvido pela reação aumenta o poder oxidativo do ácido. O dicromato é colocado em quantidades conhecidas e, após a oxidação do C do solo, o excesso de K2Cr2O7 (que não reagiu com o C do solo) é determinado por titulação com FeSO4(sulfato ferroso).
A atividade da enzima β-glicosidase será determinada segundo a metodologia proposta por Tabatabai (1994). Utilizando-se o p-nitrofenol-β-D-glucopiranosídeo (PNG) como substrato para a determinação da β-glicosidase. Em Erlenmeyer de 50mL serão adicionados 1g de solo, em seguida será adicionada 4mL de solução tampão universal modificado - MUB a pH 6,0 e 1mL de solução de PNG. Os frascos serão fechados, agitados manualmente e incubados em estufa do tipo BOD por 1h a 37°C. Após este período, será imediatamente adicionado 1mL de cloreto de cálcio (CaCl2) a 0,5M e 4,0mL de tampão tris (hidroximetil) amino metano - THAM a pH 12 seguido de agitação. Em seguida, se procederá a filtragem da suspensão com papel filtro. A leitura será feita em um espectofotômetro a 410nm, baseada em uma curva padrão de p-nitrofenol. Como controle, se procederá os passos anteriores, adicionando-se o PNG somente após a incubação. A atividade desta enzima é expressa em μg de ρ-nitrofenol produzido por hora por grama de solo (μg ρ-nitrofenol h-1 g -1 solo).
A atividade da arilsulfatase será determinada de acordo com a metodologia proposta por Tabatabai e Bremner (1970). O substrato para atividade da enzima arilsulfatase é o p-nitrofenil sulfato (PNS). Em Erlenmeyer de 50 mL será adicionado 1g de solo adicionado a frascos de vidro de 50mL junto a 4mL de solução-tampão acetato a pH 5,8 e 1mL da solução PNS, incubados em estufa BOD a 37ºC por 1 hora. Em seguida, será adicionado 1mL de cloreto de cálcio (CaCl2) a 0,5M e 4mL de NaOH a 0,5M. Em seguida, se procederá a filtragem da suspensão com papel filtro. A leitura será feita em um espectrofotômetro procedendo da mesma forma que é realizado com enzima β-glicosidase (item 5.4.4), de mesmo modo será realizado o controle.
O qCO2 é a razão entre a respiração basal do solo por unidade de carbono da biomassa microbiana do solo (SILVA et al., 2007), e estima a eficiência do uso do substrato pelos microrganismos do solo, podendo ser utilizado como sensível indicador de estresses quando a CBM é afetada.
O qMIC será determinado pela relação entre CBM e COT, sendo utilizado como indicativo da qualidade de matéria orgânica no solo, indicando a quantidade de carbono orgânico que está imobilizado na biomassa e demostrando a eficiência dos microrganismos na utilização dos compostos orgânicos.
Quando existir um fator de tratamento (por exemplo, com e sem irrigação), o delineamento experimental será o de blocos casualizados e o delineamento de tratamento será em fatorial. Neste caso, a análise da variância será adotada e, em caso de significância do Teste F, adotar-se á um teste de médias (Teste de Tukey). No caso das propriedades em que não houver um fator de tratamento adotar-se-á algumas medidas da estatística descritiva (medidas de localização, média aritmética e medidas de variação, desvio padrão da média) para todas as variáveis. A finalidade é examinar a distribuição dos dados, bem como verificar a ocorrência de valores atípicos e de valores típicos que definam o centro da distrib

- Proporcionar o treinamento, na área do projeto, de discentes de Graduação e Pós-graduação da UFPel.
- Publicar artigos científicos em periódicos de qualidade destacada.