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Este estudo partiu da necessidade de analisar a ocorrência de parasitoses intestinais em caninos e felinos da região Sul do Rio Grande do Sul, devido à relevância na saúde destes animais, com potencial importância em saúde pública, quando os mesmos são considerados reservatórios para os humanos. Variáveis ambientais, intervenções humanas, demográficas, de manejo e status imune estão relacionadas à ocorrência dessas parasitoses e têm exercido uma influência marcante na emergência e proliferação, sobretudo, das zoonoses
parasitárias (PATZ et al., 2000). WHO (1998) destaca, com relação à transmissão zoonótica, que associa-se
aos cães uma transmissão direta ou indireta de mais de sessenta doenças, entre elas as causadas por parasitos.

Serão recebidas no laboratório de helmintologia, localizado no setor de biologia da UFPel, amostras de soro e fezes, excedentes de laboratórios da cidade de Pelotas e Rio Grande, localizadas na região Sul do Rio Grande do Sul. Serão realizados exames coproparasitológicos e sorológicos para detecção de parasitos, bem como exposição prévia do paciente aos mesmos.
Serão realizadas no laboratório de helmintologia a identificação, armazenamento e posteriormente o processamento das mesmas através de fluxo contínuo. As amostras de fezes devem permanecer no refrigerador e não devem ser congeladas e as amostras sanguíneas devem ser congeladas no momento da
chegada e somente descongeladas para a realização imediata dos testes.
Partindo da hipótese de tamanho populacional de 34 amostras mensais, entre elas de caninos e felinos, o cálculo amostral do presente trabalho foi realizado pela calculadora científica Open Epi, apresentando 95% de confiança, e baseado em Leão (2020), onde os resultados foram de 26,54% para Ancylostoma spp., 22,12% para Giardia spp.e 7,07% para Toxocara spp. A partir dos resultados deste trabalho, a soma do N amostral de Ancylostoma spp., Giardia spp. e Toxocara spp. foi 31 + 31 + 26, respectivamente,totalizando 88 amostras fecais para a pesquisa. Este estudo encontra-se em tratativa no Comitê de Ética em Experimentação Animal da Universidade Federal de Pelotas.
Análise coproparasitológica
As amostras fecais devem ser coletadas após defecação, livres de urina e impurezas do solo. Podem ser colocadas em sacos plásticos ou frascos limpos, secos, boca larga e com tampa. Devem ser remetidas em caixas de isopor contendo gelo para conservação.Antecedendo a realização dos métodos de diagnóstico, deve-se observar a aparência geral, cor, consistência, e presença de sangue ou muco nas fezes. No caso de ancilostomose em cães, as fezes podem apresentar-se escuras e fétidas. Já na tricurose em cães as fezes podem conter muco e sangue vivo. Além disso, pode-se observar helmintos adultos ou segmentos de cestódeos nas fezes. Em infecções parasitárias por Dipylidium, em cães e gatos, é possível observar
proglotes ao redor das fezes (Matos, 2021). As amostras de fezes devem permanecer no refrigerador e não devem ser congeladas. Por se tratar de métodos qualitativos, os resultados serão registrados como
presença ou ausência dessas estruturas. Será considerada uma amostra positiva quando ao menos um ovo de helminto, cisto ou oocisto de protozoário for identificado.
Método de Hoffman, Pons e Janer (1934)
Utilizado para a pesquisa de ovos de parasitas pesados, como cestódeos e trematódeos, baseado no princípio da sedimentação espontânea. Strongyloides, Toxocara spp.
Diluir as fezes em 200 ml de água destilada no Becker. Se necessário, para haver amolecimento, deixar em repouso por 10-15 minutos. Tamisar a suspensão diretamente no cálice de sedimentação. Deixar em repouso 20-30 minutos. Decantar o líquido sobrenadante e adicionar ao sedimento 200ml de água destilada. Agitar a mistura, deixando sedimentar por 20-30 minutos. Decantar o líquido sobrenadante. O tempo de sedimentação varia de 1 a 24 horas. Coletar com pipeta algumas gotas do sedimento. Examinar ao microscópio entre lâmina e lamínula. Se o primeiro resultado for negativo, repetir o exame até 3 vezes.
Método de Willis – Mollay (flutuação)
Exame microscópico qualitativo direto para identificação de ovos de nematódeos, oocistos de protozoários através da técnica de flutuação. Exemplares de ovos de Ancylostoma spp, Toxocara spp, Trichuris spp. podem ser detectados através deste método. Colocar a amostra de fezes em um copo. Utilizar o bastão de vidro para triturar a amostra de fezes e acrescentar 20 ml de solução hipersaturada de
cloreto de sódio. Homogeneizar. Não agitar em demasia, evitando a formação de bolhas de ar. Filtrar a suspensão de fezes, através do tamis, para outro copo e colocar a suspensão de fezes no copo de Borrel (que deve estar dentro de uma placa de Petri) e completar o volume com solução hipersaturada de NaCl,
formando um menisco convexo. Colocar a lâmina de vidro sobre o copo de Borrel, de modo que a lâmina
entre em contato com o menisco convexo. Não deverá ter bolhas de ar entre a lâmina e a superfície do líquido. Deixar em repouso por 15 minutos. Remover a lâmina, invertendo rapidamente sua posição, para evitar a queda da película aderente. Examinar ao microscópio (100x) toda a lâmina em ziguezague. Identificar todos os ovos contidos na película aderente. Observar ao microscópio rapidamente para evitar a evaporação. Pode ser utilizada a lamínula. Os ovos não flutuam na superfície da solução, quando a
homogeneização do material fecal é incompleta, havendo uma imperfeita separação dos ovos e dos detritos fecais.
Método de Faust (flutuação)
Exame qualitativo direto para pesquisa de ovos de helmintos e oocistos de protozoários através da técnica de centrifugo-flutuação para detecção de Giardia spp., Ancylostoma spp., Cystoisospora spp., entre outros.
Misturar as fezes com a água de torneira, tamisar e colocar a suspensão no tubo de centrífuga. Centrifugar o filtrado durante 1 minuto por 2500 rpm. Decantar o sobrenadante e reter o sedimento. Adicionar 10 mL de água ao sedimento e repetir essa operação 2 a 3 vezes até que o sobrenadante fique límpido. Desprezar o sobrenadante e reter o sedimento. Adicionar ao sedimento 1a 2 mL da solução de zinco e misturar bem. Adicionar mais solução de zinco até 1 cm da borda do tubo. Centrifugar durante 1 minuto a 2500 rpm. Não frear a centrífuga. Deixar em repouso os tubos por 5 minutos. Colocar os tubos em um suporte, sem agitar. Retirar várias gotas da película superficial utilizando uma pipeta e colocar em uma lâmina. Examinar ao microscópio entre lâmina e lamínula, adicionando uma gota de solução de lugol. A análise das lâminas será realizada utilizando microscopia óptica com objetivas de 10x para observação inicial e de 40x para confirmação, com o objetivo de identificar ovos de helmintos, oocistos e cistos de protozoários.
ELISA indireto
O sangue deve ser coletado das veias safena externa, jugular ou cefálica e armazenado em tubo com ativador de coágulo, pelo médico veterinário responsável pelo envio das amostras ao laboratório parceiro. Posteriormente deverá ser centrifugado, a fim de obter-se o soro e armazenado em eppendorf para a realização das análises necessárias. As amostras excedentes dos laboratórios parceiros do projeto devem ser enviadas em até 3 dias, a contar da coleta do sangue, para o laboratório, onde será congelado e permanecerá até o momento da realização dos testes. A metodologia escolhida para o projeto será de ELISA indireto, o teste mais amplamente utilizado na dosagem de anticorpos. Em resumo, as placas de
poliestireno de 96 orifícios com fundo chato serão sensibilizadas com uma suspensão de antígenos dos parasitos em cada poço (epítopos produzidos na UFMG). Os mesmos deverão se prender ao fundo da placa e passarão por processo de lavagem por quatro vezes para que o excedente saia.
Todas as concentrações serão determinadas através de titulação cruzada previamente aos testes. Após, será realizado o bloqueio da placa, utilizando-se proteína do leite, anulando possíveis reações cruzadas e resultados falsos positivos. Após uma hora (tempo médio de duração entre cada etapa) será adicionado o soro do cão ou gato em duplicata (2 poços por paciente). O antígeno estará grudado e o próximo passo será a adição do anticorpo secundário conjugado à peroxidase, amplamente utilizado em diversas técnicas de detecção, incluindo imunofluorescência, imuno-histoquímica, Western Blot, citometria de fluxo e ELISA, sendo capaz de catalisar uma reação que produzirá luz. A enzima utilizada será a peroxidase, de fácil obtenção e custo relativamente baixo, fácil conjugação a proteínas e estabilidade após conjugação.
O último passo será a adição de OPD O-Phenylenediamine Dihydrochloride. O ensaio ELISA com OPD é uma abordagem usada para a detecção de peróxido de hidrogênio (H₂O₂). O OPD é um reagente cromogênico que reage com o H₂O₂ na presença de peroxidase, produzindo uma mudança de cor que pode ser quantificada espectrofotometricamente. A interpretação do teste será de acordo com o Cutt-Off, que se baseia na utilização de dois controles:
1.Controle negativo: Com soro de cães/gatos conhecidamente não infectados pelo
parasito em questão.
2.Controle positivo: Com amostras com concentração conhecida do parasito.
Mapeamento de casos
O mapeamento de casos se dará através da análise de fichas cadastrais
previamente preenchidas no ato do recebimento das amostras, possuindo dados
do paciente como local onde vive, se possui animais contactantes, se realizou
tratamento prévio ou nunca recebeu anti-helmínticos.

Este estudo partiu da necessidade de analisar a ocorrência de parasitoses intestinais em caninos e felinos da região Sul do Rio Grande do Sul, devido à relevância na saúde destes animais, com potencial importância em saúde pública, quando os mesmos são considerados reservatórios para os humanos.
Variáveis ambientais, intervenções humanas, demográficas, de manejo e status imune estão relacionadas à ocorrência dessas parasitoses e têm exercido uma influência marcante na emergência e proliferação, sobretudo, das zoonoses parasitárias (PATZ et al., 2000).
WHO (1998) destaca, com relação à transmissão zoonótica, que associa-se aos cães uma transmissão direta ou indireta de mais de sessenta doenças, entre elas as causadas por parasitos.Com base nos resultados obtidos, espera-se que esta pesquisa contribua para uma compreensão mais precisa de como os parasitos estão afetando a saúde animal, como também identifique as áreas de prevalência destas ocorrências.