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A saúde do bezerro neonato é um fator de muito impacto e interesse para as grandes indústrias de produção animal, visto que os riscos à saúde antes do desmame são muito altos, pois os bezerros são altamente suscetíveis a doenças e estresse ambientais durante este momento (Hammon et al., 2020). Dentre os fatores que influenciam neste período, a ingestão de colostro é um dos fatores determinantes para manutenção da saúde. O colostro sendo a secreção produzida imediatamente pela glândula mamária após o parto (McGrath et al., 2016) é de extrema importância por ser uma fonte reconhecida de nutrientes importantes para o bezerro recém-nascido, além de fornecer imunidade passiva pela absorção intestinal de Imunoglobulinas, tendo a quantidade de imunoglobulinas no soro do bezerro as 24 horas de vida uma relação linear positiva com a quantidade de colostro ingerida (Kertz et al, 2017).
O desenvolvimento desde a concepção até a puberdade avança através de estágios bem-sucedidos em nível molecular, celular e animal, sendo que para os recém-nascidos, a transferência de imunidade passiva é um mecanismo de defesa primário contra enfermidades. Já o crescimento e a puberdade são fatores críticos que irão influenciar a produtividade destas futuras novilhas (Cardoso et al., 2021), mas também dependentes do início do desenvolvimento fetal.
Doenças como diarreia e broncopneumonia são as duas principais causas de morbidade e mortalidade precoce de bezerros (Uetake et al., 2013). A diarreia aguda é o principal transtorno metabólico nas primeiras três semanas de vida (Alawneh et al., 2020). Após este período a doenças com maior propensão são as doenças respiratórias por volta de quatro semanas de idade (Murray et al., 2018). Com estas doenças os produtores correm riscos de perdas econômicas diretas e indiretas significativas, devido aos efeitos negativos na saúde e produtividade dos bezerros (Berge et al., 2009).
Para fins de diminuir estes transtornos, produtores de muitos países seguem um regime de tratamento profilático baseado na administração de antimicrobianos por 5 a 10 dias após a separação do bezerro da sua mãe (Timmermann et al., 2005). Essa estratégia pode trazer efeitos negativos dos antimicrobianos à microbiota intestinal, bem como o desenvolvimento de resistência antimicrobiana aos fármacos utilizados (Fey et al., 2000). Como alternativa, vários estudos avaliam o uso de suplementação de probioticos para bezerras (Alawneh et al., 2020; Frizzo et al, 2011). Porém, o efeito da suplementação da vaca gestante sobre a saúde da sua progênie ainda precisa ser esclarecido.
Os probioticos são definidos como microrganismos vivos que, quando fornecidos em quantidades adequadas, podem beneficiar a saúde do hospedeiro (Hill et al.,2014). Os microrganismos probioticos devem sobreviver no ambiente interno gastrointestinal, colonizar os intestinos e tornar-se parte da microbiota normal do hospedeiro (Alawneh et al.,2020). Estes tem a capacidade de aumentar a atividade enzimática no trato gastrointestinal e melhoram a capacidade de digestibilidades de alimentos ingeridos pelo hospedeiro (Sharma et al., 2018), além de atuar sobre a modulação da resposta imune (Coppola et al., 2004).
Os bezerros são altamente dependentes da microbiota gastrointestinal para proteção contra doenças, metabolismo energético e para obterem a digestibilidade de nutrientes de forma correta (Malmuthuge et al., 2015). Estudos recentes mostram que a microbiota já está presente no intestino de ruminantes desde o período fetal, e esta foi detectada no rúmen, ceco, mecônio e líquido amniótico de fetos aos 5 meses de gestação (DU et al.,2023). Desta forma, a suplementação de vacas com probioticos durante a gestação pode influenciar o metabolismo fetal, bem como seu microbioma, tendo repercussão sobre seu desempenho futuro.

O experimento será realizado em uma fazenda comercial de sistema intensivo de produção de leite, situada no município de Rio Grande –RS. Nesta propriedade, os bezerros nascem em galpão tipo compost barn. Serão utilizadas neste estudo 34 bezerras da raça Holandês, a partir do seu nascimento. Para isto, 90 vacas leiteiras da raça holandês, sendo 30 primíparas e 60 multíparas, serão acompanhadas a partir dos 30 dias pré-parto, distribuídas em delineamento experimental inteiramente casualizado, divididas em dois grupos, sendo ambos os grupos compostos por 45 animais (15 primíparas e 30 multíparas): Grupo controle (GC, sem adição de aditivo, n=45); Grupo Bovacillus, (GB, 3g de BovacillusTM/animal/dia na TMR, n=45). A partir do parto destas vacas, iremos acompanhar o desenvolvimento de 34 bezerras, sendo 17 bezerras do grupo Bovacillus e 17 do grupo controle. O estudo a ser realizado com as vacas será cadastrado no CEUA em outro projeto (processo Nº 23110.016526/2023-64).
As bezerras ficarão em gaiolas individuais por 15 dias e depois serão remanejadas ao sistema coletivo, com espaçamento de 3 m2 por animal. A alimentação nos primeiros 15 dias será a base de 8 litros de leite em balde com bico e concentrado e água a vontade. A partir de 15 dias as bezerras irão para o sistema coletivo, recebendo leite através de sistema de aleitamento automático (Calfeeder, DeLaval, São Paulo, Brasil), contando com dois postos de alimentação, onde receberão de 15 a 40 dias de vida leite ad libitum, 40 aos 60 dias até 8 litros, 60 aos 75 desmame gradual, reduzindo o volume de leite ao decorrer dos dias. Durante todo o período receberão concentrado e água a vontade.
Logo após o nascimento, as bezerras serão avaliadas quanto ao peso, escore APGAR (reação da cabeça à água fria, reflexos palpebral e interdigital, cor das mucosas e atividade respiratória; Born, 1981) e submetidas a coleta de sangue. Em seguida, os animais receberão nas primeiras horas de vida (até 6 horas), 4 litros de colostro com auxílio de mamadeira. Todos animais irão receber o colostro especificamente de suas mães. Em caso de ocorrência de colostro com muito baixa qualidade o neonato receberá colostro do banco de colostro da propriedade e será retirado do experimento. A qualidade do colostro será avaliada por refratômetro de brix, sendo utilizado como parâmetro mínimo 22% (Bielmann et al., 2010).
Após, entre 24 e 48 horas de vida, será realizada a coleta de sangue dos animais, através de punção da veia jugular utilizando tubo a vácuo com anticoagulante EDTA (ácido etilenodiamino tetra-acético) e coleta com tubo sem anticoagulante para análise sorológica. O plasma será separado para mensuração de transferência de imunidade passiva através do método de brix, em refratômetro de brix (RZ-117 Refratômetro Brix, Walfront, EUA). Para avaliar a efetividade de transferência de imunidade passiva, utilizado como parâmetro mínimo 8,4% de brix, considerando como valor ideal para uma boa colostragem (Deelen e al, 2014).
As coletas sanguíneas serão para avaliações metabólicas de perfil proteico, energético e mineral, tais como: proteínas totais, glicose, ácidos graxos livres, cálcio e magnésio. No período neontatal (até 30 dias de vida) as coletas de sangue serão semanais e após quinzenais até 75 dias de vida, totalizando 9 coletas de sangue (0, 1, 7, 14, 21, 28, 45, 60 e 75 dias de vida).
Será avaliado o peso corporal utilizando fita graduada de pesagem para animais de grande porte, que mede a circunferência do perímetro torácico. Essas medidas serão usadas para calcular o ganho médio diário (GMD) durante o período do estudo [(peso final - peso inicial)/período em dia]. Também, serão realizadas medidas de perímetro torácico e largura de garupa com a fita métrica e altura da cernelha com auxílio de régua graduada em centímetros. O perímetro torácico será medido pela circunferência da caixa torácica, enquanto a altura de cernelha será determinada pela medida da base (chão) e a cernelha (junção escapular) e a largura de garupa pela medida entre as tuberosidades do ísquio (Reis et al., 2008). Estas avaliações serão realizadas nos mesmos momentos das coletas de sangue.
Os animais serão diariamente monitorados quanto à ocorrência de doenças, com especial atenção para a ocorrência de diarreia e broncopneumonia, mas também serão avaliadas outras doenças que possam ocorrer em surtos, como dermatofitose ou tristeza parasitária bovina. A partir deste acompanhamento, serão determinados índices de morbidade (número de animais que adoeceram divididos pelo número total de animais), casos fatais (número de animais que vieram a óbito dividido pelo número de animais que adoeceram), mortalidade (número de animais que vieram a óbito dividido pelo número total de animais), recidivas (número de animais que adoeceram mais de duas vezes da mesma doença divididas pelo número de animais que adoeceram pelo menos uma vez). O tratamento para as doenças diagnosticadas será de acordo com o quadro clínico apresentado pelo paciente. Serão avaliados o tempo de duração dos sinais clínicos, duração do protocolo terapêutico e custos com tratamento das enfermidades.
A consistência das fezes será determinada diariamente até os 30 dias de idade, utilizando-se uma escala de 0 a 4, sendo o escore 0 - fezes normais, 1 - fezes pastosas, 2 - fezes aquosas, 3 - diarreia profusa com fezes liquefeitas e 4 - diarreia profusa com fezes liquefeitas e sanguinolentas (Adaptado de Kertz and Chester-Jones, 2004). A partir do escore de fezes, aqueles animais que apresentarem valores iguais ou acima de 2 foram caracterizados como animais que apresentam fezes diarreicas. Portanto, o dia que o animal começou a excretar fezes com estas características será definido como o dia de início da diarreia e o dia que este mesmo animal voltar a defecar fezes de escore 0 ou 1, caracterizou-se como o dia de término da diarreia.
Em caso de broncopneumonia será realizado um swab nasal antes do início do tratamento, da mesma forma para diarreia, porém a coleta será de fezes. Estas amostras serão utilizadas para determinação do agente causador da doença. Para coleta de microbiota nasal será introduzido o swab estéril em cada narina, girando em torno dos lados da passagem nasal. Swabs serão colocados em tubos estéreis de RNAse, DNAse, poliporpileno livre de pirogênio, mantidos em gelo e armazenados a -80°C dentro de 24h após a coleta (Bringhenti et al, 2021). As amostras de fezes serão coletadas da ampola retal com mão enluvada e conservadas a -80°C até a sua análise (Klaus et al., 2020). A partir desta amostra de fezes será também realizada análise de microbioma intestinal (Slanzon et al., 2022). As análises de microbiota nasal e intestinal, bem como as análises de microbioma intestinal, serão também realizadas nos dias das coletas de sangue (0, 1, 7, 14, 21, 28, 45, 60 e 75 dias de vida).

A partir deste estudo será esclarecido os efeitos da administração de probióticos para fêmeas gestantes sobre o metabolismo do neonato, bem como sobre a modulação do seu microbioma intestinal, podendo ter efeito sobre a saúde e desempenho zootécnico da bezerra. Assim, havendo resultados positivos, esta pode ser uma estratégia viável para diminuir custos e otimizar a criação de bezerras.
Como indicadores de produção está a escrita de dois artigos, os quais serão publicados em revistas da área com alto fator de impacto, publicação de resumos em congressos da área, uma dissertação de mestrado e um trabalho de conclusão de curso de Residência em Clínica de Ruminantes.