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Tabanidae (insecta: Diptera) tem cerca de 4.600 espécies no mundo, atualmente alocadas em 170 gêneros (Evenhuis; Pape, 2021). Na região Neotropical ocorrem 71 gêneros e 1.205 espécies (Henriques et al., 2012), e somente no Brasil são registrados 44 gêneros e 489 espécies (Krolow; Henriques, 2023).
O Pampa ou Campos Sulinos é um dos seis Biomas brasileiros e ocupa uma área de 176.496 Km² (2,07% do território nacional), restrito ao Estado do Rio Grande do Sul (IBGE, 2019) com cerca de 12.500 espécies de seres vivos (Andrade et al., 2023). O Pampa brasileiro é formado por quatro conjuntos geológicos principais: Planalto da Campanha ou de Uruguaiana, Depressão Central, Planalto Sul-Rio-Grandense e Planície Costeira (IBGE, 2019). O uso da terra prevalecente é representado por pastagem natural associada à rizicultura e recentemente pela soja e as plantações de eucaliptos. Neste contexto, o Pampa tem sido usado para criação de gado desde o século XVII e nos últimos 37 anos, o bioma perdeu o equivalente a quase 30% de sua vegetação nativa, vendo a substituição da vegetação campestre pela cultura da soja (Mapbiomas, 2023). No Pampa são registradas 46 espécies de mutucas (Krolow et al., 2007; Coscarón e Papavero, 2009; Krüger; Krolow, 2015; Lima, 2016), com as listas de ocorrência muito concentradas na planície costeira, sendo que no restante das regiões do bioma não possuem coletas sistemáticas que possibilitem inferir as espécies mais abundantes.
As mutucas são importantes componentes dos ecossistemas onde ocorrem. As larvas são predadoras de outras larvas de dípteros em ambientes restritos como bromeliáceas até áreas mais abertas como banhados. Os machos são florícolas, estão envolvidos na polinização e dificilmente abandonam os ambientes onde se criam. Já as fêmeas são hematófagas e utilizam o sangue para a maturação dos ovócitos e produção de ovos (Krüger; Krolow, 2022). A necessidade de sangue torna as fêmeas bons vetores de agentes infecciosos como vírus, bactérias, protozoários e parasitos. Elas podem ser um incômodo sério para o gado bovino e equino e podem transmitir mecanicamente vários patógenos, incluindo aqueles que causam a surra (Trypanosoma evansi), anaplasmose (Anaplasma marginale), tripanossomíase bovina (Trypanosoma vivax) e anemia infecciosa eqüina (Krinsky, 1976; Foil, 1989; Baldacchino et al., 2014; Rodrigues et al., 2021; 2022; Ramos et al., 2022). Infelizmente, não há informações sobre as mutucas na maior parte do bioma Pampa (deficits Linneano e Wallaceano) que compreende a “Campanha gaúcha”, formada pelos demais conjuntos geológicos com exceção da Planície Costeira. Justamente na “Campanha” temos a maior parte do rebanho de gado do Rio Grande do Sul, que compreende mais de 11 milhões de bovinos e cerca de 500 mil equinos (IBGE, 2022), que estão sujeitos a ocorrência de diversos vetores mecânicos, principalmente espécies de dípteros que desconhecemos.
Apesar de a literatura mostrar que as espécies de mutucas são vetores mecânicos de A. marginale (parte do complexo da Tristeza Parasitária Bovina - TPB) em bovinos e Tr. evansi, causador da surra em equinos (Krinsky, 1976; Foil, 1989; Baldacchino et al., 2014), somente em 2022 e 2023 estes agentes infecciosos foram detectados em mutucas na América do Sul e Brasil respectivamente (Rodrigues et al., 2022; Ramos et al., 2023). Até este momento, a alta abundância de tabanídeos está constantemente relacionada com surtos de doenças que acometem a pecuária, a exemplo da evidência epidemiológica relatada no Rio Grande do Sul (Rodrigues et al., 2005), onde um surto de surra, durante o verão, vitimou dezenas de cavalos, coincidindo com a época de voo dos tabanídeos. Estudos ecológicos na mesma área corroboram que o pico de atividade dos insetos adultos ocorre nos períodos mais quentes do ano (final da primavera e verão) e apontam que a espécie Tabanus triangulum Wiedemann, 1828 é forte candidata a estar envolvida na transmissão mecânica de patógenos na região devido à sua alta abundância (Krüger; Krolow, 2015). No bioma Pantanal, Barros (2001) apontou o período chuvoso como o de maior risco de transmissão mecânica de agentes patogênicos por tabanídeos, sendo T. importunus Wiedemann, 1828 o mais abundante, razão pela qual foi indicado como a espécie mais provável como vetor de patógenos para rebanhos equinos do Pantanal. Logo, abundância é um fator muito importante e diversas vezes apontada como evidência no envolvimento das mutucas na transmissão de agentes infecciosos. Além da abundância, o tamanho da espécie e de suas peças bucais e o comportamento voraz das fêmeas que causam uma picada dolorosa, são fatores que desempenham importante papel na veiculação mecânica de patógenos (Silva et al., 1995; Barros; Foil, 1999; Dávila et al., 2003; Baldachino et al., 2014; Krüger; Krolow, 2022). Identificar a diversidade de espécies de Tabanidae e a dominância ecológica em termos de números de insetos são evidências consistentes para ajudar a traçar estratégias para tentar reduzir as picadas de tabanídeos nos rebanhos e a consequente transmissão de agentes infecciosos. Vários estudos têm sido realizados no Brasil para entender a diversidade de mutucas que buscam hematofagia, como os realizados na Amazônia Oriental, no estado do Pará (Gorayeb, 1993, 2000; Luz-Alves et al., 2007), na Amazônia Ocidental, em Rondônia (Zamarchi et al., 2022), no Planalto Serrano de Santa Catarina (Miletti et al., 2011), no bioma Pantanal no estado de Mato Grosso do Sul (Barros, 2001) e no bioma Cerrado, no estado do Tocantins (Costa et al., 2023).
A epidemiologia da anaplasmose tem o carrapato-do-boi Rhipicephalus (Boophilus) microplus com o papel mais importante na transmissão biológica de A. marginale. Os principais reservatórios da bactéria são os próprios bovinos assintomáticos que podem mantê-la circulando nas populações destes animais em diferentes regiões. Já no ambiente silvestre, somente os cervídeos estão envolvidos como reservatórios (de la Fuente et al., 2005). No entanto a comunicação entre estes habitats pode se dar, ou pela invasão dos cervídeos silvestres nos habitats abertos e de criação ou pelo transporte mecânico realizado por dípteros hematófagos. Neste sentido, as mutucas desempenham um papel secundário na epidemiologia desta doença e ainda completamente mal compreendido (Kocan et al., 2010). As mutucas podem estar envolvidas em rotas de transmissão mecânica, principalmente naquelas áreas livres de carrapatos (Kocan et al., 2010; Rodrigues et al., 2022), onde se torna muito difícil entender o surgimento de um surto de TPB, na ausência dos vetores biológicos, animais infectados introduzidos ou fômites contaminados. O entendimento das relações das mutucas com a presença de animais reservatórios para a Anaplasma e o surgimento de surtos epidemiológicos passa pela detecção deste agente infeccioso nos vetores mecânicos como as mutucas (de la Fuente et al., 2005; Kocan et al., 2010; Hornok et al., 2008; Scoles et al., 2008).
O gênero Trypanosoma é um táxon monofilético (Stevens et al., 2001; Leonard et al., 2011) com ampla variedade de hospedeiros e distribuição geográfica (Spodareva et al., 2018; Jansen et al., 2018). Todos os membros são parasitas e possuem uma estratégia de ciclo de vida diversa e extraordinária. O clado T. brucei é o que possui maior importância para o gado bovino e equino, com destaque para Tr. vivax e Tr. evansi, respectivamente. As duas espécies possuem uma ampla variedade de hospedeiros em áreas de criação de gado, assim como em ambientes silvestres, o que pressupõe uma maior prevalência das espécies de Trypanosoma nos ambientes florestados (Desquenes et al., 2022).
Com base nos estudos realizados no bioma Pampa que se restringiram a padrões de diversidade e sazonalidade (Krüger; Krolow, 2015; Lucas et al., 2020), testaremos a hipótese de que a composição e diversidade de mutucas nas fazendas de criação de gado neste bioma é um sub-agrupamento das comunidades silvestres de tabanídeos (Fairchild, 1961). Esperamos que as espécies dominantes nas áreas de produção animal (habitats abertos) sejam distintas das espécies dominantes em habitats silvestres. Prevemos ainda, que as formações geológicas que estão associadas às formações vegetacionais do bioma, são determinantes na composição das faunas de mutucas, já que os machos não são hematófagos e são altamente dependentes da vegetação local (Fairchild, 1953; 1960). Em decorrência disso, esperamos que as comunidades não sejam estruturadas pela distância geográfica dentro de cada região, mas sim entre elas. Todas estas hipóteses e previsões serão testadas em diferentes matrizes de espécies, considerando as abundantes e raras. Entre as espécies dominantes, esperamos observar maior prevalência de Anaplasma nas mutucas das fazendas de criação do que nas comunidades silvestres, devido às restrições de hospedeiros reservatórios (bovinos e cervídeos, veja de la Fuente et al., 2005) e a baixa viabilidade das cepas na superfície externa das peças bucais das mutucas após a hematofagia (Scoles et al., 2008). Quanto a Trypanosoma, esperamos o padrão contrário ao observado para Anaplasma, já que há uma alta diversidade de hospedeiros reservatórios nos ambientes silvestres em comparação com os equinos nas fazendas de criação (Desquenes et al., 2022).

Local de coletas. As coletas serão realizadas em 16 localidades do Pampa brasileiro. Devido a distância a ser percorrida pela equipe executora para as coletas, elas serão divididas em duas épocas. Entre novembro de 2024 e janeiro de 2025, as coletas serão realizadas em 8 localidades no Planalto de Uruguaiana e na Depressão Central e entre novembro de 2025 e janeiro de 2026, as coletas serão realizadas em 8 localidades na Planície Costeira e no Planalto Sul-Riograndense. Em cada localidade será escolhida uma área silvestre próxima de uma área de criação de gado bovino e com a presença de equinos na propriedade. Em cada região geomorfológica do Pampa brasileiro serão escolhidas quatro localidades.

Coleta de Tabanidae. No Pampa uruguaio e brasileiro já foram realizados trabalhos sobre a ecologia e diversidade de Tabanidae (Krüger; Krolow, 2015; Lima, 2016; Lucas et al., 2020) utilizando armadilhas Malaise e Nzi. A armadilha Nzi coleta de forma eficiente mutucas (Lucas et al., 2020), mas necessita de equipe disponível para retirada dos espécimes em pequenos intervalos de tempo (menos de 2 dias, RF Kruger observação pessoal). Apesar do tempo reduzido de conservação no ambiente para o álcool 70% (menos de 15 dias, RF Kruger, observação pessoal), este conservante interfere menos no DNA do material coletado do que a solução de Dietrich (600 ml de álcool 96º, 300 ml de água destilada, 100 ml de formol a 40% e 20 ml de ácido acético) que contém formol e poderia ser utilizada para prolongar o tempo de permanência dos frascos e diminuir as campanhas de campo. Logo, daremos prioridade à conservação do DNA e utilizaremos Malaise, modelo Townes (1972) com frasco coletor de 1L contendo álcool 70%. As coletas serão realizadas em intervalos de 14 dias (duas semanas) e os frascos coletores serão trocados. Todas as licenças para coleta de material biológico serão providenciadas no primeiro mês de execução do projeto.

Triagem das mutucas. Imediatamente após as coletas os frascos serão levados ao Laboratório de Ecologia de Parasitos e Vetores (LEPAV), Instituto de Biologia, Universidade Federal de Pelotas (UFPel) para triagem das mutucas que serão acondicionadas em frascos de vidros menores contendo álcool 70% e colocadas em freezer (-20°C) até o momento da identificação.

Identificação de Tabanidae. A identificação será realizada a partir de chaves e artigos de descrições de espécies (principalmente Lutz, 1913; Coscarón, 1968; 1974; 1979a; 1979b; Coscarón; Fairchild, 1976; Coscarón; Papavero, 2009; Coscarón; Philip, 1967; Henriques; Krolow, 2009; Henriques; Rafael, 1993; Kröber, 1930, 1939; Krolow; Henriques, 2010). O tamanho do corpo será medido a partir da fronte até o ápice do abdômen (excluindo as antenas). O comprimento do mesotórax será mensurado para cada espécie. A asa será medida a partir da porção anterior da basicosta ao ápice. Para a fronte serão utilizados os índices frontais (I.F.) e de divergência (I.D.) conforme Fairchild (1985). A preparação das terminálias para observação e documentação serão feitas conforme o protocolo de Cumming (1992). A terminologia morfológica adotada seguirá as propostas de Cumming e Wood (2009) e Burger (2009). Uma coleção de referência será mantida na Coleção do LEPAV (IB-UFPel) e outra coleção de referência será enviada para a Coleção Entomológica Pe. Jesus Santiago Moure (Departamento de Zoologia-UFPR).

Preparação das mutucas para extração das peças bucais. As mutucas que foram identificadas como mais abundantes em cada ambiente e em cada localidade serão retiradas do Freezer (-20°C) e terão as peças bucais dissecadas e preparadas para extração do DNA.
Para cada habitat em cada localidade serão utilizados 20 “pools” (N amostral) de dez peças bucais (10 indivíduos), totalizando 400 indivíduos por habitat versus localidade. Os 20 pools serão proporcionais à abundância de cada uma das três espécies mais frequentemente coletadas em cada habitat de cada localidade. Serão utilizados 6400 indivíduos em 640 amostras (pools). Caso não haja abundância de indivíduos de mutucas suficiente para composição do N amostral (N=640), iremos reduzir o número de peças bucais em todos os pools. Esta metodologia garante que falsos negativos sejam diluídos na amostra.

Extração de DNA
Para extração de DNA genômico das peças bucais das espécies de Tabanidae será utilizado o kit comercial PureLink® Genomic DNA (ThermoFisher Scientific Inc., EUA). A concentração e a qualidade do DNA serão verificadas por espectrofotometria de luz UV usando NanoVue Plus (GE Healthcare Life Sciences, EUA), e apenas as amostras com razões de absorbância na faixa de 1,8–2,0 serão submetidas à PCR, conforme Rodrigues et al. (2021, 2022).

Realização da PCR e sequenciamento
Para as amostras submetidas à detecção molecular dos patógenos, realizaremos no total 5 PCRs. A detecção molecular de Anaplasma/Ehrlichia spp. contará primeiramente com uma PCR convencional, que tem como alvo o gene 16S, com amplicon de 345pb. a partir de primers que serão sintetizados. Resultados positivos serão alvos de duas novas PCRs convencionais: uma para amplificar um fragmento do gene groESL (Anaplasma/Ehrlichia spp.), que varia de tamanho entre 1300 a 1450; e outra visando um fragmento de 401pb, do gene dsb (Anaplasma/Ehrlichia spp.). Para T. evansi e T. vivax, realizaremos dois PCRs convencionais com primers que amplificam fragmentos de 205 pb do gene RoTat.1.2 de T. evansi e 210pb do gene spliced-leader (TVSL1) de T. vivax.
Para PCR convencional com enfoque no gene 16S, segue o seguinte protocolo de amplificação: desnaturação inicial a 95°C por 5 min, seguida de 35 ciclos a 95°C por 1min, anelamento a 53°C por 1min, extensão inicial a 72°C por 1min e extensão final a 72°C por 10 min (Parola et al., 2000). Em se tratando do gene groESL segue-se 3 ciclos de 94°C por 1 min, 48°C por 2 min, 70°C por 90 segundos seguido de 37 ciclos de 88°C por 1 min, 52°C por 2 min e extensão final de 68°C por 5 min (Summer et al.,1997). Já para o gene dsb, a temperatura de anelamento é 52ºC (Almeida et al., 2013). O programa das duas PCRs convencionais para T. evansi e T. vivax respectivamente, inicia-se pela desnaturação a 94ºC por 3 min, seguida por 35 ciclos de 94ºC por 30s, anelamento a 62ºC por 30s, extensão inicial a 72ºC por 1 min e extensão final a 72ºC por 4min.
A identificação molecular dos tabanídeos seguirá Rodrigues et al. (2022), que utilizaram primers senso e consenso voltados para um fragmento do gene da Citocromo Oxidase subunidade I (COI). O protocolo a ser usado será o seguinte: desnaturação inicial a 94ºC por 1 min, seguida de 30 ciclos de 94 °C por 30s, anelamento a 62ºC por 30s, extensão inicial a 72ºC por 1min e extensão final a 72ºC por 5min (Rodrigues et al., 2022).

Os produtos da amplificação das PCRs serão analisados por eletroforese em gel de agarose 1,2%. Após, as amostras positivas serão selecionadas para purificação utilizando o kit comercial PureLink (ThermoFisher Scientific, EUA) e posterior sequenciamento pelo método de Sanger automatizado.

Análise Filogenética
Um conjunto de sequências de referência será obtido por uma pesquisa BLASTn das sequências isoladas Msp1 e Msp5 de Anaplasma marginale, RoTat 1.2 de T. evansi e TVSL1 de T. vivax, juntamente com sequências do GenBank. As sequências de nucleotídeos serão alinhadas usando o webservidor webPRANK (https://www.ebi.ac.uk/goldman-srv/webprank/) (Löytynoja; Goldman, 2010) seguido pela remoção de regiões ambíguas com Gblocks (http://phylogeny.lirmm.fr/) (Dereeper, 2008).
A análise filogenética será realizada no servidor IQ-TREE (http://iqtree.cibiv.univie.ac.at/) (Nguyen et al., 2015) a partir de inferência filogenética por máxima verossimilhança. Usaremos o aplicativo ModelFinder para selecionar o melhor modelo evolutivo considerando o critério de informação bayesiano (BIC).

Análise Estatística. As análises seguirão o proposto por Corrêa-Neto e Henriques (2023) para análise de comunidades de Tabanidae que está muito conciso e direcionado. Adicionamos ao proposto pelos autores, a repartição das matrizes de dados da seguinte maneira: a) matriz geral com todas as espécies; b) matriz de espécies dominantes (as três espécies mais frequentemente encontradas, um padrão geral e consistente para Tabanidae); e c) matriz de espécies raras (todas as demais espécies).
Nas matrizes “geral” e “raras” iremos estimar a riqueza de espécies rarefeita e extrapolada e iremos construir curvas de acumulação usando a abundância total através da função “inext” do pacote “iNEXT” 2.0.1.9 (Hsieh et al., 2016). Iremos estimar a riqueza de espécies e traçaremos curvas de acumulação com 800 randomizações para mutucas coletadas em habitats silvestres e abertos (fazendas de criação de gado) nas quatro regiões do bioma Pampa. As curvas geradas representarão as estimativas de diversidade sobre o tamanho da amostra (Chao; Jost, 2012; Colwell et al., 2012).
Construiremos modelos lineares generalizados (GLMs) usando a função “glm”, para analisar os efeitos das regiões do bioma Pampa e o habitat (silvestre versus aberto) sobre a abundância e riqueza de espécies de mutucas nas matrizes “geral” e “raras”. Os atributos da comunidade de mutucas serão as variáveis resposta e as regiões do bioma Pampa e habitats (tipos de uso da terra) serão as variáveis preditoras explicativas. Todos os modelos serão submetidos à análise residual usando a função para “simularResiduals” do pacote “DHARMa” (Florian, 2020) para avaliar a adequação da distribuição de erro (Crawley, 2013), onde erros de Poisson serão usados para a riqueza de espécies de mutucas e erros binomiais negativos para abundância. Todos os modelos serão submetidos à análise de variância (ANOVA), com significância avaliada pelo teste χ2 (Crawley, 2013).
Nas matrizes “geral” e “raras” aplicaremos uma análise de coordenadas principais (PCoA) usando a matriz de dissimilaridade de Bray-Curtis (abundância) e outra para matriz de dissimilaridade de Sorensen (presença e aus

Esperamos aumentar a lista de espécies de mutucas para o bioma Pampa ao cobrirmos uma área muito maior e resolvermos o déficit Linneano e Wallaceano que temos para mais de 70% da área. A lista atual corresponde a 46 espécies (Krolow et al., 2007; Coscarón; Papavero, 2009; Krüger; Krolow, 2015; Lima, 2016), mas muito restrita a Planície Costeira e ao limite oriental do Planalto Sul-Riograndense nos municípios de Arroio Grande e Morro Redondo.
Não temos um indicativo do que podemos esperar em termos de diversidade nas demais regiões do Pampa brasileiro, com exceção da planície costeira do RS que foi amplamente amostrada (Lima, 2016). De qualquer forma, esperamos que a riqueza (rarefeita e extrapolada) seja maior nos habitats silvestres do que nos habitats de criação de gado, independentemente da região do Pampa. Esperamos também que a abundância seja maior nos habitats silvestres do que nos habitats abertos de criação de gado.

Os padrões apresentados na figura 03 servem para a matriz geral de dados e para a matriz de espécies raras. Não faz sentido fazer esta análise para a matriz de espécies dominantes.
Considerando o posicionamento geográfico das regiões do Pampa, esperamos maior similaridade das regiões mais próximas do que entre as regiões mais distantes (P<0,05; PERMANOVA).


Figura 5 - Análise de ordenação não-paramétrica multivariada multidimensional (nMDS) da composição da tabanofauna coletada no Pampa utilizando distância de Bray-Curtis ou Sorensen. PERMANOVA; P<0,05; Stress.

Os índices de Sorensen e Bray-Curtis das comunidades de mutucas entre as regiões diminui conforme aumenta a distância indicando influência da matriz de distância na composição das espécies.
Os agentes infecciosos Anaplasma marginale, Trypanosoma vivax e Trypanosoma evansi serão detectados.
Anaplasma marginale será mais prevalente no habitat aberto de criação de gado do que nos habitats silvestres. Já as espécies Trypanosoma vivax e Trypanosoma evansi serão mais prevalentes nos habitats silvestres do que nos habitats de criação de gado, independentemente da região do Pampa.

Nas fazendas de criação que denominamos habitat aberto, o carrapato-do-boi é o principal vetor da A. marginale, mantendo o ciclo dentro dos limites das áreas de criação ou mesmo nas áreas de distribuição geográfica (Miraballes; Riet-Correa, 2018). Caso não houvesse transmissão transovariana nos carrapatos, os vetores mecânicos teriam uma importância muito maior na epidemiologia da doença. Não é o caso. Mutucas podem acelerar a taxa de contaminação de um rebanho que esteja em uma área com baixa densidade de carrapatos, desde que haja uma alta prevalência nos vetores mecânicos nestas áreas. Algo que pretendemos verificar nas fazendas de criação e nos ambientes silvestres.
A transmissão de A. marginale também é efetuada mecanicamente por picadas de insetos e fômites contaminados com sangue (Kocan et al., 2004). Diptera hematófagos, particularmente tabanídeos, são abundantes em áreas de ocorrência de anaplasmose e são geralmente analisados como possíveis vetores mecânicos para infecções por Anaplasma. Amplificar o DNA de A. marginale nas espécies de tabanídeos, pode sugerir quais espécies podem atuar como vetores mecânicos do patógeno no Pampa brasileiro, podendo transferir a infecção entre bovinos e cervídeos, uma dúvida que ainda persiste na comunidade de pesquisadores na área. Cabe ainda ressaltar que talvez haja carrapatos de áreas silvestres, responsáveis pela manutenção de A. marginale entre os cervídeos, algo pensado para a Espanha Central (de la Fuente et al., 2005)
Nossos prováveis resultados nos darão evidências para sugerir o papel das mutucas nas infecções por A. marginale nesta região em bovinos e veados, com carrapatos e tabanídeos servindo como vetores biológicos e mecânicos do patógeno, respectivamente (Fig. 07). Além disso, nossos resultados poderão influenciar experimentos mais direcionados às áreas livres de carrapato, como a região de Colônia no Uruguai (área verde na Fig. 08), para entendermos melhor o papel das mutucas na epizootiologia da anaplasmose.

As infecções por Trypanosoma evansi e T. vivax, por outro lado, são mantidas em uma vasta gama de animais de produção e silvestres (Fig. 08; ver também Desquenes et al., 2022), principalmente bovinos, equinos, capivaras, roedores em geral e veados (Fig. 09). A demonstração de infecções concomitantes em diferentes animais sugere que esses patógenos podem se multiplicar no mesmo hospedeiro reservatório. Esperamos identificar as espécies de Tabanidae mais abundantes que contenham o DNA de T. evansi e T. vivax (Fig. 09). Mutucas possuem um papel preponderante na disseminação destas espécies de Trypanosoma, realizando o transporte dos patógenos do ambiente silvestre para habitats abertos com gado livre de Trypanosoma.
Os resultados que iremos obter, irão ilustrar muito mais a complexidade da epizootiologia da anaplasmose e da tripanossomíase animal, apresentando um quadro de possíveis vetores mecânicos para os patógenos identificados e a prevalência nos vetores mecânicos, do que resolver um problema imediato. Este é o primeiro passo a ser dado, amparado por uma ampla amostragem em todo o território do bioma Pampa para as mutucas e os agentes infecciosos envolvidos. O crescente contato entre animais selvagens, animais domésticos e populações humanas aumenta o risco de surtos de doenças transmitidas por carrapatos e dípteros hematófagos, aumentando a dificuldade de implementação de medidas de vigilância e controle que levem em consideração a diversidade, os habitats preservados e a saúde de animais silvestres e domésticos.