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As Palmeiras (Arecaceae) são encontradas em regiões tropicais e subtropicais, ocorrendo nas latitudes 44°N e 44°S (PINTAUD et al., 2008), com cerca de 2000 espécies em 189 gêneros (HAHN, 2002). Apresentam elevado riqueza e uma variedade de formas de crescimento e, muitas vezes, são os principais componentes dos ecossistemas, interagindo de uma forma complexa que vão desde pequenos arbustos a árvores altas e lianas (BALSLEV et al., 2011).
No Brasil, as palmeiras podem ser encontradas em diferentes biomas como na Mata Atlântica, Amazônia e Pampa que contém alta biodiversidade de espécies e diminuição de suas áreas naturais devido ao crescimento urbano e áreas de cultivo agrícola. No Pampa é encontrado algumas espécies com importância econômica como: Butia capitata, Butia catarinensis, Butia odorata, Butia paraguayensis e Butia yatay (CORRÊA et al., 2009).
Tais espécies podem ser utilizadas para diferentes fins como consumo in natura, fabricação de geleias, sorvetes, sucos, compotas, doces cristalizados e licores. Além disso, no mercado internacional, observa-se um incremento na demanda por frutas com novas substâncias aromáticas, novos sabores e texturas (SCHWARTZ et al., 2010). Por isso, os frutos de butia são uma excelente alternativa de renda para agricultores para atender à crescente demanda e para a diversificação da agricultura familiar.
A exploração desse recurso depende do conhecimento dos agricultores e consumidores, estratégias apropriadas para a difusão do conhecimento, iniciativas para valorização e estudos sobre as regiões produtoras e de ocorrência natural. Pesquisas e ações vêm surgindo com o intuito de enfatizar as consequências do avanço do modelo produtivista de agricultura e, principalmente, de encontrar alternativas compatíveis com a diversidade do campo (MEDEIROS; TECCHIO; CAZELLA, 2016). No estado do Rio Grande do Sul - RS, diversas atividades e projetos voltados ao incentivo para o consumo de frutas nativas vem sendo realizadas por organizações, universidades, grupos de agricultores e consumidores, destacando o interesse por diversas entidades pelas frutas nativas dessa região.
Dentro frutíferas nativas, Butia odorata (Barb.Rodr.) Noblick, conhecida popularmente como butiazeiro ou butiá, é uma palmeira característica do Uruguai, ocorrendo também no Brasil apenas no Estado do Rio Grande do Sul (FIOR; SOUZA; SCHWARZ, 2013). Mesmo com potencial econômico e silvicultural, há uma escassez de trabalhos sobre aspectos relacionados à produção dessa espécie na fase de germinação sobretudo quanto à resistência hídrica.
A água é um dos fatores ambientais mais importantes para o estabelecimento das plantas em seu estágio inicial de desenvolvimento (MARCOS FILHO, 2015), sendo responsável por proporcionar o início da germinação a partir da reidratação dos tecidos e, consequentemente, a intensificação da respiração e de todas as outras atividades metabólicas. Tais alterações resultam no fornecimento de energia e nutrientes necessários para a retomada de crescimento do eixo embrionário (BUCKERIDGE et al., 2004).
Por isso em condições de estresse hídrico, as plantas realizam alterações na morfologia, relações hídricas, fotossíntese, perfil hormonal, distribuição iônica tóxica e adaptações bioquímicas (ACOSTA-MOTOS et al., 2017), que incluem o acúmulo de solutos celulares osmoticamente compatíveis como açúcares, proteínas e aminoácidos; aumento da atividade das enzimas antioxidantes, entre outros (MUNNS; TESTER, 2008; SAMI et al., 2016; YOU; CHAN, 2015). Em relação as adaptações morfológicas podem ser observados um sistema radicular extenso (comprimento da raiz e proliferação) e mudanças na razão de biomassa raiz e parte aérea (ALMEIDA et al., 2014).
Esses mecanismos podem servir de indicadores de estresse hídrico e interferir em diversas fases do desenvolvimento das plantas. Geralmente, a germinação é considerada a fase mais sensível ao estresse, podendo inibir ou atrasar a germinação das sementes via déficits hídricos e toxicidade iônica (KIM; PARK, 2008; SIDDIQUI; KHAN, 2011).
Assim, o estresse causado por excesso ou falta de água é um dos principais fatores limitantes à produtividade, tanto em sistemas agrícolas quanto em ecossistemas naturais. Na natureza, a intensidade e a distribuição das chuvas determinam o regime hídrico, influenciando desde o crescimento e produtividade dos indivíduos, até a distribuição das populações e a biodiversidade dos ecossistemas.
Diante das alterações climáticas que ocorrem atualmente e as previstas para os próximos anos tornam-se essenciais os estudos sobre o uso da água pelas espécies nativas e exóticas, não apenas para conservar os biomas, mas também para manter ou aumentar a produtividade dos agricultores. Contudo, há uma carência de informações sobre a fisiologia de B. odorata, impedindo sua produção em escala e, ainda, há relatos de extração ilegal de indivíduos adultos para uso em paisagismo, tornando a espécie mais vulnerável a risco de extinção (FIOR et al., 2011).
Assim, este projeto de pesquisa visa responder algumas questões: Butia odorata é tolerante ao estresse hídrico? Quais características anatômicas e bioquímicas estão associadas as respostas fisiológicas durante o estresse hídrico?

Frutos maduros de Butia odorata serão coletados em uma população natural no município de Encruzilhada do Sul – Rio Grande do Sul – Brasil. Serão selecionadas em torno de 10 árvores-matrizes e os frutos serão despolpados, secos ao ar sobre papel-filtro por 24 h e mantidas em embalagem de polietileno aberta sobre bancada de laboratório por 20 dias (FIOR; SOUZA; SCHWARZ, 2013). Após a lavagem o que permanece é o endocarpo, porém no presente projeto será referido apenas como semente.
As sementes serão armazenadas em freezer até o momento da realização do experimento, pois estas apresentam comportamento ortodoxo e podem ser armazenadas e conservadas nessas condições por período prolongado sem perder sua qualidade fisiológica (FIOR; DE CAMPOS; SCHWARZ, 2020).
O teor de água nas sementes será determinado através de método gravimétrico, transferindo-se as amostras para estufa a 105 °C por 24 horas e usando como base a massa das amostras úmidas (BRASIL., 2009).
As sementes serão desinfetadas com hipoclorito de sódio a 2% por 5 minutos e, em seguida, será realizada a abertura da cavidade embrionária pela remoção do opérculo (FIOR; SOUZA; SCHWARZ, 2013). Inicialmente, serão testadas as concentrações de -0,2, -0,4, -0,6, -0,8 e -1,0 MPa (VILLELA; DONI FILHO; SEQUEIRA, 1991) com uso de PEG (polietilenoglicol) em substrato papel. As sementes serão mantidas em câmara de germinação sob fotoperíodo de 12 horas e temperatura constante de 25 °C. O delineamento será inteiramente casualizado, com 4 repetições de 25 sementes. As avaliações de porcentagem de germinação, ou seja, plântulas com raiz e parte aérea normais serão realizadas até a estabilidade das avaliações.
Em conjunto com o teste de germinação serão realizadas contagens a cada três dias da porcentagem de germinação, possibilitando o cálculo do Índice de Velocidade de Germinação (IVG), por meio da fórmula proposta por (MAGUIRE, 1962): IVG = Σ (NSG/DAI), onde: NSG: número não acumulado de sementes germinadas; DAI: número de dias após instalação do teste.
As plântulas formadas serão separadas em raiz e parte aérea e mantidas em estufa a 60 °C para a obtenção da massa seca de ambas as partes. Após a verificação dos resultados de germinação, IVG e massa seca da parte aérea e raiz serão escolhidas as concentrações que simulem as condições de estresse hídrico moderado e severo para a realização das análises bioquímicas e anatômicas. Serão utilizadas a raiz e as folhas para a realização das análises a seguir.

Análises bioquímicas
Extração e quantificação dos açúcares solúveis totais
As amostras serão maceradas em nitrogênio líquido, e serão utilizadas 10 mg do material macerado para a extração com 1mL de etanol 80% e incubado a 75 °C por 15 minutos. Os extratos alcoólicos serão centrifugados a 10.000 g por 15 minutos e o sobrenadante coletado. Os pellets serão utilizados para uma nova extração com 500 µL de etanol 80%. Posteriormente, serão utilizados 500 µL da amostra com 5 mL de ácido sulfúrico e 1 mL de fenol (5%). As soluções serão mantidas por 20 minutos em temperatura ambiente (25 °C) e quantificadas em espectrofotômetro a 490 nm de absorbância.
Extração e quantificação do amido
Para a extração do amido será utilizado 10 mg do resíduo da extração dos açúcares solúveis totais, adicionando água destilada gelada e ácido perclórico 52%. As amostras serão centrifugadas (1.500 g por 15 minutos) e o processo repetido com metade do volume de água deionizada e ácido perclórico 52% utilizado na primeira etapa da extração. O volume da amostra será ajustado para 100 mL e posteriormente, filtrada em lã de vidro (MCCREADY et al., 1950). A quantificação do amido será através da análise colorimétrica utilizando-se o método do fenol-sulfúrico (DUBOIS et al., 1956).

Análise anatômica
As amostras serão fixadas em solução de formaldeído 2,5 % em tampão fosfato 0,1M, pH 7,2. Após a fixação, o material será lavado em tampão fosfato 0,1 M pH 7,2 por três vezes com 15 minutos em cada troca. A desidratação será feita em uma série de soluções aquosas de etanol e a pré-infiltração das amostras com uma mistura de 1:1 de etanol a 100% e historesina durante 3 a 4 h. Posteriormente, o material será infiltrado em resina pura por 24 h. A inclusão será realizada em resina com histo-moldes e adição de ativador e endurecedor, à temperatura ambiente, por 24 h. Secções (4 μm) serão obtidas usando micrótomo de rotação, distendidas em lâminas sobre gotas de água destilada e secas a 37 °C em placa quente.
Os materiais serão analisados e fotografados em microscópio com sistema de captura de imagem com câmera digital. Serão utilizados os corantes: azul de toluidina com reações policromáticas para lignina e celulose (O’BRIEN; FEDER; MCCULLY, 1964), ácido Periódico de Schiff para identificação de polissacarídeos neutros e azul brilhante de Coomassie para proteínas (GAHAN, 1984).

Procedimentos estatísticos
Os experimentos serão conduzidos em delineamento inteiramente ao acaso com 4 repetições para as avaliações fisiológicas. Posteriormente, a partir das concentrações selecionadas para o estresse hídrico moderado e severo serão utilizadas quatro repetições para as análises bioquímicas.
Uma primeira análise dos resultados será realizada com os testes de normalidade e homogeneidade. Posteriormente, serão realizados a análise de variância e comparados pelo teste de Tukey a 5% de significância. Análises multivariadas de agrupamento e de componentes principais serão realizadas e permitirão a avaliação em conjunto das avaliações bioquímicas e fisiológicas (R DEVELOPMENT CORE TEAM, 2020).

A partir dos resultados dos níveis de tolerância ao estresse hídrico espera-se:
• Entendimento dos mecanismos envolvidos no estresse hídrico de Butia odorata;
• Segurança no plantio em novas áreas ou em áreas produtoras para melhorar o manejo dessa espécie;
• Maior desenvolvimento regional e incentivo de espécies nativas na região como fonte de renda para pequenos agricultores;
• Publicação dos resultados em revista indexadas e com alto fator de impacto científico.